Микробиота полости рта у больных раком орофарингеальной области с акцентом на Candida spp.

Введение. Процессы взаимосвязи 2 компонентов микробиоты – бактериального и грибкового – представляют интерес как диагностические и прогностические маркеры при выборе тактики лечения онкологических больных.

Цель исследования – изучить микробиоту полости рта у первичных больных плоскоклеточным раком орофарингеальной области до и после оперативного вмешательства с целью поиска биомаркеров для рационального выбора антифунгальных препаратов.

Материалы и методы. В хирургическом отделении опухолей головы и шеи Национального медицинского исследовательского центра онкологии им. Н. Н. блохина Минздрава России проведено трехкомпонентное исследование: изучение спектра изолятов Candida spp., резистентности штаммов Candida spp. к антимикотикам и смывов из полости рта у первичных больных до и после операции. Для идентификации штаммов использовался прибор mALDI-Tof microflex LT (Biotyper, Bruker Daltonics, германия), для определения минимальных ингибирующих концентраций антимикотиков – планшеты Sensititre Yeast ONE, YO10 (Trek Diagnostic System, Великобритания). значения минимальных ингибирующих концентраций оценивались по критериям европейского комитета по тестированию антимикробной чувствительности (European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing, EuCAST) (версия 10.0).

Результаты. четырехлетнее наблюдение за пациентами, проводившееся в хирургическом отделении опухолей головы и шеи Национального медицинского исследовательского центра онкологии им. Н. Н. блохина Минздрава России, показало, что чаще всего встречается такой вид Candida, как C. albicans (73,5 % случаев). Резистентность Candida spp. к антимикотикам была выявлена только в отношении флуконазола (9,3 % случаев) и микафунгина (8,0 % случаев), в основном у штаммов C. albicans. у 31,8 % первичных больных в смывах из полости рта до операции наблюдался рост Candida spp. (скорее всего, колонизация тканей). после хирургического вмешательства рост Candida spp. отмечен в 36,4 % случаев, только 1 из них расценен как инвазивный микоз. В 54,5 % случаев до и в 72,7 % случаев после операции были зарегистрированы грамотрицательные палочки. после хирургического вмешательства доля энтеробактерий и неферментирующих грамотрицательных палочек статистически значимо увеличилась: 59,1 % против 27,3 % (p <0,05) и 63,6 % против 27,3 % (p <0,02) соответственно. До операции неферментирующие грамотрицательные палочки были представлены только P. aeruginosa, после нее спектр неферментирующих грамотрицательных палочек расширился, но доля P. aeruginosa по-прежнему была велика – 71,4 %. ген ERG11 выявлен только у 1 штамма – C. albicans. ген FKS1 также обнаружен только у 1 штамма – C. inconspicua. гены факторов патогенности детектированы у 57,1 % штаммов.

Заключение. хирургическое вмешательство связано с изменением состава бактериального компонента микробиоты, но не грибкового. Наличие у штаммов Candida spp. генов факторов патогенности и генов резистентности целесообразно рассматривать в качестве биомаркеров, позволяющих дифференцировать колонизацию и кандидозную инфекцию, которые можно использовать для рационального выбора антифунгальных препаратов при профилактике и лечении инвазивного кандидоза, особенно когда нет критериев интерпретации полученных значений минимальных ингибирующих концентраций антимикотиков.

1. Cheung M.K., Chan J.Y.K., Wong M.C.S. et al. Determinants and interactions of oral bacterial and fungal microbiota in healthy chinese adults. Microbiol Spectr 2022;10(1):e0241021. DOI: 10.1128/spectrum.02410-21

2. Nearing J.T., DeClercq V., Van Limbergen J., Langille M.G.I. Assessing the variation within the oral microbiome of healthy adults. mSphere 2020;5(5):e00451–20. DOI: 10.1128/mSphere.00451-20

3. Chattopadhyay I., Verma M., Panda M. Role of oral microbiome signatures in diagnosis and prognosis of oral cancer. Technol Cancer Res Treat 2019:18:1533033819867354. DOI: 10.1177/1533033819867354

4. Zakaria M.N., Furuta M., Takeshita T. et al. Oral mycobiome in community-dwelling elderly and its relation to oral and general health conditions. Oral Dis 2017;23(7):973–82. DOI:10.1111/ odi.12682

5. Fidel P.L., Thompson Z.A., Lilly E.A. et al. Effect of HIV/HAART and other clinical variables on the oral mycobiome using multivariate analyses. mBio 2021;23;12(2):e00294–21. DOI: 10.1128/mBio.00294-21

6. Mukherjee P.K., Wang H., Retuerto M. Bacteriome and mycobiome associations in oral tongue cancer. Oncotarget 2017;8(57): 97273–89. DOI: 10.18632/oncotarget.21921

7. Sokol H., Leducq V., Aschard H. et al. Fungal microbiota dysbiosis in IBD. Gut 2017;66(6):1039–48. DOI: 10.1136/gutjnl-2015-310746

8. Shay E., Sangwan N., Padmanabhan R. et al. Bacteriome and mycobiome and bacteriome-mycobiome interactions in head and neck squamous cell carcinoma. Oncotarget 2020;11(25):2375–86. DOI: 10.18632/oncotarget.27629

9. Cannon R.D. Oral fungal infections: past, present, and future. Front Oral Health 2022;3:838639. DOI: 10.3389/froh.2022.838639

10. Hayes R.B., Ahn J., Fan X. et al. Association of oral microbiome with risk for incident head and neck squamous cell cancer. JAMA Oncol 2018;4(3):358–65. DOI: 10.1001/jamaoncol.2017.4777

11. Vallianou N., Kounatidis D., Christodoulatos G.S. et al. Mycobiome and cancer: what is the evidence? Cancers (Basel) 2021;13(13):3149. DOI: 10.3390/cancers13133149

12. Sung. H., Ferlay J., Siegel R.L. et al. Global Cancer Statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin 2021;71(3): 209–49. DOI: 10.3322/caac.21660

13. Huët M.A.L., Lee C.Z., Rahman S. A review on association of fungi with the development and progression of carcinogenesis in the human body. Curr Res Microb Sci 2021;3:100090. DOI: 10.1016/j.crmicr.2021.100090

14. Bentz M.L., Sexton D.J., Welsh R.M., Litvintseva A.P. Phenotypic switching in newly emerged multidrug-resistant pathogen Candida auris. Med Mycol 2019;57(5):636–8. DOI: 10.1093/mmy/myy100

15. De Jong A.W., Hagen F. Attack, defend and persist: how the fungal pathogen Candida auris was able to emerge globally in healthcare environments. Mycopathologia 2019;184(3):353–65. DOI: 10.1007/s11046-019-00351-w

16. Young T., Alshanta O.A., Kean R., Bradshaw D. et al. Candida albicans as an essential “keystone” component within polymicrobial oral biofilm models? Microorganisms 2020;9(1):59. DOI: 10.3390/microorganisms9010059

17. Diaz P.I., Dongari-Bagtzoglou A. Critically appraising the significance of the oral mycobiome. J Dent Res 2021;100(2):133–40. DOI: 10.1177/0022034520956975

18. Xu H., Sobue T., Thompson A. et al. Streptococcal co-infection augments candida pathogenicity by amplifying the mucosal inflammatory response. Cell Microbiol 2014;16(2):214–31. DOI: 10.1111/cmi.12216

19. Xu H., Sobue T., Bertolini M. et al. Streptococcus oralis and Candida albicans synergistically activate μcalpain to degrade E-cadherin from oral epithelial junctions. J Infect Dis 2016;214(6):925–34. DOI: 10.1093/infdis/jiw201

20. Xu H., Sobue T., Bertolini M. et al. S. oralis activates the Efg1 filamentation pathway in C. albicans to promote cross-kingdom interactions and mucosal biofilms. Virulence 2017;8(8):1602–17. DOI: 10.1080/21505594.2017.1326438

21. Bertolini M., Ranjan A., Thompson A. et al. Candida albicans induces mucosal bacterial dysbiosis that promotes invasive infection. PLoS Pathog 2019;15(4):e1007717. DOI: 10.1371/journal.ppat.1007717

22. Perera M., Al-Hebshi N.N., Perera I. et al. A dysbiotic mycobiome dominated by Candida albicans is identified within oral squamouscell carcinomas. J Oral Microbiol 2017;9(1):1385369. DOI: 10.1080/20002297.2017.1385369

23. Vesty A., Gear K., Biswas K. et al. Microbial and inflammatorybased salivary biomarkers of head and neck squamous cell carcinoma. Clin Exp Dent Res 2018;28;4(6):255–62. DOI: 10.1002/cre2.139

24. Hettmann A., Demcsák A., Decsi G. et al. Infectious agents associated with head and neck carcinomas. Adv Exp Med Biol 2016;897:63–80. DOI: 10.1007/5584_2015_5005

25. Ramirez-Garcia A., Rementeria A., Aguirre-Urizar J.M. et al. Candida albicans and cancer: can this yeast induce cancer development or progression? Crit Rev Microbiol 2016;42(2):181–93. DOI: 10.3109/1040841X.2014.913004

26. Xu Y., Chen L., Li C. Susceptibility of clinical isolates of Candida species to fluconazole and detection of Candida albicans ERG11 mutations. J Antimicrob Chemother 2008;61(4):798–804. DOI: 10.1093/jac/dkn015

27. Kordalewska M., Lee A., Park S. et al. Understanding echinocandin resistance in the emerging pathogen Candida auris. Antimicrob Agents Chemother 2018;62(6). DOI: 10.1128/AAC.00238-18

28. Shrief R., Sayed Zaki M.E., El-Sehsah E.M. et al. Study of antifungal susceptibility, virulence genes and biofilm formation in Candida albicans. Open Microbiol J 2019;13(1):241–8. DOI: 10.2174/1874285801913010241

29. Stehr F., Felk A., Gácser A. et al. Expression analysis of the Candida albicans lipase gene family during experimental infections and in patient samples. FEMS Yeast Res 2004;4(4–5):401–8. DOI: 10.1016/S1567-1356(03)00205-8

30. Kadry A.A., El-Ganiny A.M., El-Baz A.M. Relationship between Sap prevalence and biofilm formation among resistant clinical isolates of Candida albicans. Afr Health Sci 2018;18(4):1166–74. DOI: 10.4314/ahs.v18i4.37

31. Arendrup M.C., Friberg N., Mares M. et al. How to interpret MICs of antifungal compounds according to the revised clinical breakpoints v. 10.0 European committee on antimicrobial susceptibility testing (EUCAST). Clin Microbiol Infect 2020;26(11):1464–72. DOI: 10.1016/j.cmi.2020.06.007

32. Пчелин И.М., Рябинин И.А., Сташук А.А. и др. Генетический полиморфизм ERG11 клинических изолятов Candida albicans: теоретические и практические аспекты. Проблемы медицинской микологии 2020;22(3):36–42. DOI:10.24412/1999-6780-2020-3-36-42

33. Bhattacharya S., Sae-Tia S., Fries B.C. Candidiasis and mechanisms of Antifungal Resistance. Antibiotics (Basel) 2020;9(6):312. DOI: 10.3390/antibiotics9060312

34. Wang Z.K., Yang Y.S., Stefka A.T. et al. Review: fungal microbiota and digestive diseases. Aliment Pharmacol Ther 2014;39(8):751–66. DOI: 10.1111/apt.12665

35. Adam B., Baillie G.S., Douglas L.J. Mixed species biofilms of Candida albicans and Staphylococcus epidermidis. J Med Microbiol 2002;51(4):344–9. DOI: 10.1099/0022-1317-51-4-344

36. Hogan D.A., Kolter R. Pseudomonas-Candida interactions: an ecological role for virulence factors. Science 2002;296(5576):2229–32. DOI: 10.1126/science.1070784

37. Jabra-Rizk M.A., Meiller T.F., James.C.E., Shirtliff M.E. Effect of farnesol on Staphylococcus aureus biofilm formation and antimicrobial susceptibility. Antimicrob Agents Chemother 2006;50(4):1463–9. DOI: 10.1128/AAC.50.4.1463-1469.2006

38. Cugini C., Calfee M.W., Farrow J.M. et al. Farnesol, a common.sesquiterpene, inhibits PQS production in Pseudomonas aeruginosa. Mol Microbiol 2007;65(4):896–906. DOI: 10.1111/j.1365-2958.2007.05840.x

39. Peleg A.Y., Tampakakis E., Fuchs B.B. et al. Prokaryote-eukaryote interactions identified by using Caenorhabditis elegans. Proc Natl Acad Sci USA 2008;105(38):14585–90. DOI: 10.1073/pnas.0805048105

40. Jarosz L.M., Deng D.M., van der Mei H.C. et al. Streptococcus mutans competence-stimulating peptide inhibits Candida albicans hypha formation. Eukaryot Cell 2009;8(11):1658–64. DOI: 10.1128/EC.00070-09

41. Brehm-Stecher B.F., Johnson E.A. Sensitization of Staphylococcus aureus and Escherichia coli to antibiotics by the sesquiterpenoids nerolidol, farnesol, bisabolol, and apritone. Antimicrob Agents Chemother 2003;47(10):3357–60. DOI: 10.1128/AAC.47.10.33573360.2003